key: cord-018845-r88bhiac
authors: Sachs, U. J. H.; Bux, J.
title: Gewinnung, Herstellung und Lagerung von Blut und Blutkomponenten
date: 2010-11-21
journal: Transfusionsmedizin und Immunhämatologie
DOI: 10.1007/978-3-642-12765-6_16
sha: 
doc_id: 18845
cord_uid: r88bhiac

Blutspender leisten einen wertvollen Dienst für die Gemeinschaft: Die ständige Verfügbarkeit von Blutkomponenten ist zur unverzichtbaren Voraussetzung für viele Bereiche der Medizin geworden. Nicht nur die Gewinnung und Aufarbeitung von Blut und Blutbestandteilen zur Sicherstellung einer qualitativ wie quantitativ guten Versorgung, sondern auch die kompetente Betreuung der Spender ist eine der großen Aufgaben der Transfusionsmedizin.

Blutspender leisten einen wertvollen Dienst für die Gemeinschaft: Die ständige Verfügbarkeit von Blutkomponenten ist zur unverzichtbaren Voraussetzung für viele Bereiche der Medizin geworden. Nicht nur die Gewinnung und Aufarbeitung von Blut und Blutbestandteilen zur Sicherstellung einer qualitativ wie quantitativ guten Versorgung, sondern auch die kompetente Betreuung der Spender ist eine der großen Aufgaben der Transfusionsmedizin.

Der Verlust von bis zu 15 % des Blutvolumens über einen Zeitraum von etwa 5 min führt in der Regel nicht zu klinischer Symptomatik. Zwar sinkt der venöse Druck leicht ab und erreicht erst rund 30 min später wieder den Ausgangswert, Blutdruck und Pulsfrequenz bleiben jedoch unverändert. Eine erhöhte Vasokonstriktion und die Mobilisierung von Blut aus den venösen Anteilen des Gefäßsystems sichern die Blutmenge, die zur Erhaltung des normalen Herzschlagvolumens erforderlich ist. Da Männer pro kg Körpergewicht (kgKG) durchschnittlich 75 ml Blut haben, Frauen durchschnittlich 66 ml Blut, können bei gesunden Spendern mit mehr als 50 kgKG bis zu 525 ml Blut (einschließlich Untersuchungsproben) entnommen werden. Die klinische Erfahrung zeigt, dass selbst die Entnahme von 1 l Blut häufig zu keiner Veränderung des Blutdrucks führt, solange der Spender liegt. Mit dem Aufrichten kann es allerdings zur Beeinträchtigung der Kreislauffunktion und zu klinischer Symptomatik kommen. Ein Verlust von 1500-2000 ml Blut führt dann zu Blutdruckabfall und vermindertem kardialem Schlagvolumen mit der subjektiven Empfindung von Kälte und Atemnot.

Neben der kompensatorischen Vasokonstriktion kommt es auch zum Zustrom von interstitieller Flüssigkeit in das Gefäßsystem. Der durch die Blutspende bedingte Volumenverlust wird durch eine Erhöhung des Plasmavolumens innerhalb von 24 h ausgeglichen. Dieser Volumenzustrom bedingt gemeinsam mit der allgemeinen Stressreaktion als Antwort auf die Blutspende eine veränderte Zusammensetzung des peripheren Blutes. Die Gesamtleukozytenzahl steigt um 25 % gegenüber dem Ausgangswert an, wobei die Zahl der Eosinophilen, der Lymphozyten und der Monozyten mäßig absinkt. Diese Reaktion erreicht ihr Maximum 2-3 h nach der Spende und klingt nach etwa 5 h ab. Auch die Thrombozytenzahlen sinken zunächst um 10.000-15.000/μl ab, um nach wenigen Stunden wieder die Ausgangswerte zu erreichen.

Erythrozytenzahl und Hämatokrit zeigen nach 4-5 h eine sinkende Tendenz und erreichen nach etwa 24 h die niedrigsten Werte; im Mittel sinkt die Erythrozytenzahl um 250.000-350.000 × 10 9 /l, der Hämoglobinwert um 1 g/dl und der Hämatokrit um 3 %. Der Abfall des Hämoglobins verschiebt die O 2 -Dissoziationskurve nach rechts und verbessert dadurch die O 2 -Abgabe an das Gewebe. Die leichte Hypoxämie stimuliert die Bildung von Erythropoetin und somit die Erythropoese. Diese geringfügigen Veränderungen des roten Blutbildes sind für den gesunden Erwachsenen ohne Bedeutung: Spätestens nach einer Woche sind die Erythrozyten vom Knochenmark ersetzt worden. Die Qualität der neu gebildeten Erythrozyten ist dabei natürlich von den Eisenreserven des Organismus abhängig. Verminderte Eisenreserven sowie ein verzögerter Ausgleich des Hämoglobins und des Erythrozytenverlustes infolge eines latenten Eisenmangels finden sich dabei häufiger bei Frauen als bei Männern. Der Einfluss einer Blutspende auf den Eisenhaushalt ist erheblich: Der durchschnittliche Eisenverlust beträgt 200-250 mg, der durchschnittliche Gesamteisengehalt des menschlichen Körpers liegt bei etwa 3500 mg (Einzelheiten 7 Kap. 9).

Der durch die Spende verursachte Verlust an Plasmaeiweißen wird im Durchschnitt mit 8 % des Ausgangswertes angegeben. Er wird praktisch sofort ausgeglichen, da der Organismus über eine ausreichende Eiweißreserve verfügt.

Aufgrund der physiologischen Überlegungen sollen im Rahmen der Blutspende bei Erwachsenen, die mehr als 50 kg wiegen, nicht mehr als 500 ml Vollblut (zuzüglich Untersuchungsproben) entnommen werden. Zwischen zwei Spenden sollen im Regelfall 12 Wochen, mindestens aber 8 Wochen liegen, und die jährlich entnommene Blutmenge darf 2 l bei Frauen und 3 l bei Männern nicht übersteigen.

Blutspender leisten einen wichtigen Beitrag für die Gemeinschaft. Gemäß dem ethischen Kodex für Blutspenden der internationalen Gesellschaft für Bluttransfusion hat die Blutspende freiwillig zu erfolgen, insbesondere finanzieller Nutzen darf kein Beweggrund sein. Hierauf hebt auch §10 des Transfusionsgesetzes ab, in dem es heißt: »Die Spendeentnahme soll unentgeltlich erfolgen. Der spendenden Person kann eine Aufwandsentschädigung gewährt werden, die sich an dem unmittelbaren Aufwand je Spende orientieren soll.« In Deutschland werden Blutspenden von regionalen Blutspendediensten, die oft kliniknah tätig sind, und von den überregionalen Blutspendediensten entnommen. Beide ergänzen sich in ihrem Versorgungsauftrag.

Blut spenden kann, wer mindestens 18 und höchstens 68 Jahre alt ist. Auch ältere Spender können nach individueller ärztlicher Entscheidung zur Blutspende zugelassen werden. Die Spendetauglichkeit wird durch eine vom Spender per Unterschrift zu bestätigende Anamnese, durch die ärztliche Untersuchung und durch Laboruntersuchungen gesichert. Die Entscheidung, ob ein Spendewilliger zur Spende geeignet ist, wird vom Arzt getroffen. Dabei muss er die in den Richtlinien zur Gewinnung von Blut und Blutbestandteilen und zur Anwendung von Blutprodukten (Hämotherapie) der Bundesärztekammer [66] festgelegten Vorgaben beachten, die in der jeweils gültigen Fassung als Stand der medizinischen Wissenschaft und Technik im Sinne des Transfusionsgesetzes anzusehen sind.

Vor der Blutspende muss der Spendewillige über das Wesen, die Bedeutung und die Durchführung der Spendeentnahme und der Untersuchungen umfassend aufgeklärt werden. Neben der Aufklärung und Einwilligung muss der Spendewillige auch die Verwendbarkeit seiner Spende erklären; diese Erklärungen sind schriftlich abzugeben. Die Spendeentnahme selbst und alle damit verbundenen Maßnahmen sind zu protokollieren und mindestens 15 Jahre aufzubewahren; auch hierzu muss der Spendewillige schriftlich sein Einverständnis geben.

Neben einer unauffälligen Organ-, Infektions-und Suchtanamnese sowie einem subjektiven Gesundheitsgefühl müssen folgende Voraussetzungen erfüllt sein: Körpergewicht mindestens 50 kg, Blutdruck systolisch 100-180 mmHg, diastolisch unter 100 mmHg, regelmäßiger Puls mit einer Frequenz von 50-100/min (bei Ausdauersportlern auch weniger), kein Fieber und keine erkennbaren Krankheitszeichen. Bei Frauen muss der Hämoglobinwert über 12,5 g/dl (oder der Hämatokritwert über 38 %) liegen, bei Männern sind die Grenzwerte 13,5 g/dl bzw. 40 %.

Auf Dauer von der Blutspende auszuschließen sind nach den Richtlinien alle Personen, 5 bei denen eine HCV-, HIV-, oder HTLV-I/II-Infektion nachgewiesen wurde, unabhängig davon, ob Krankheitserscheinungen aufgetreten sind, 5 die einer Gruppe mit einem gegenüber der Allgemeinbevölkerung deutlich erhöhten Risiko für eine HBV-, HCV-oder HIV-Infektion angehören oder dieser zugeordnet werden müssen (insbesondere homo-und bisexuelle Männer, Drogenabhängige, männliche und weibliche Prostituierte, Häftlinge), 5 die an einer Protozoonose erkrankt sind oder waren (insbesondere Malaria, Babesiose, Trypanosomiasis, Leishmaniasis), 5 die an Syphilis, Brucellose, Rickettsiose, Lepra, Rückfallfieber, Tularämie oder anderen, chronisch-persistierenden bakteriellen Infektionen erkrankt sind oder waren, 5 die an bösartigen Neoplasien leiden oder litten, wobei In-situ-Karzinome und Basalzellkarzinome nach kompletter Entfernung ausdrücklich ausgenommen werden, 5 die alkoholkrank, medikamentenabhängig oder rauschgiftsüchtig oder dessen begründet verdächtig sind, 5 bei denen ein erhöhtes Risiko für die Übertragung spongiformer Enzephalopathien besteht, insbesondere, weil sie mit Hypophysenhormonen humanen Ursprungs behandelt wurden, Kornea-oder Dura-mater-Transplantate erhalten haben, bei ihnen oder ihrer Familie spongiforme Enzephalopathien vermutet oder nachgewiesen wurden oder sie sich zwischen 1980 und 1996 länger als sechs Monate in Großbritannien aufgehalten haben bzw. nach 1980 in Großbritannien eine Bluttransfusion und/oder Operation erhalten haben, 5 die Xenotransplantate erhalten haben.

Dauerhaft von der Blutspende ist auch zurückzustellen, wer an chronischen Erkrankungen leidet oder litt und bei dem die Blutspende eine eigene Gefährdung oder eine Gefährdung des Empfängers nach sich ziehen kann. Personen, die ständig mit Arzneimitteln behandelt werden, können nach Beurteilung durch den Arzt zur Spende zugelassen werden.

Ein Dauerausschluss gilt auch für Personen mit HBV-Infektion, es sein denn, die Erkrankung liegt mehr als fünf Jahre zurück und virologische Kriterien sprechen für eine erloschene Kontagiosität (z. B. anti-HBs über 100 IE/l und kein Nachweis von HBV-Genom in einer sensitiven Nukleinsäurenachweistechnik).

Eine zeitlich begrenzte Zurückstellung von der Blutspende ist in der Regel angezeigt, wenn der Spendewillige sich einem Infektionsrisiko ausgesetzt hat oder einem solchen ausgesetzt wurde.

Nach den Richtlinien [66] 5 nach Einreise aus HIV-, HCV-, HBV-oder HTLV-I/II-Endemiegebieten, wenn dort der zeitweilige Lebensmittelpunkt lag,  5 nach Intimkontakt mit Personen, die einer Gruppe mit erhöhtem Infektionsrisiko für HBV, HCV und/oder HIV angehören  (insbesondere homo-und bisexuelle Männer Die Besonderheiten bei der Gewinnung von Hyperimmunplasma sind in einer entsprechenden Richtlinie der Bundesärztekammer zusammengefasst [65] .

Neben den für Apheresespender festgelegten Kriterien ist zu beachten, dass die Thrombozyten des Spenders nicht durch Medikamente in ihrer Funktion beeinträchtigt sein dürfen (z. B. durch Acetylsalicylsäure). Vor der Apherese bzw. innerhalb von 15 min nach Beginn der Apherese ist neben dem Hb-Wert auch die Thrombozytenzahl zu bestimmen; diese muss über 150 × 10 9 /l betragen. Die Eignungsuntersuchung soll anlässlich der ersten Thrombozytapherese und nach jeder 10. Thrombozytapherese, spätestens aber nach 2 Jahren durchgeführt werden.

Das maximale Entnahmevolumen beträgt 750 ml (einschließlich Antikoagulans, zuzüglich Untersuchungsproben). Pro Jahr können bis zu 26 Thrombozytapheresen durchgeführt werden, wobei auch tägliche Thrombozytapheresen an 5 aufeinanderfolgenden Tagen möglich sind; zwischen einem 5-Tage-Zyklus und der nächsten Spende müssen dann 14 Tage liegen, ein erneuter 5-Tage-Zyklus ist erst wieder nach 3 Monaten möglich.

Sollen anlässlich einer Erythrozytapherese 2 Präparate gewonnen werden, gelten für alle Spender untere Grenzwerte von 14,0 g/dl Hämoglobin sowie ein minimales Körpergewicht von 70 kg. Für die Eignungsuntersuchung gelten dieselben Vorgaben wie bei der Thrombozytapherese. Das maximale Entnahmevolumen pro Apherese beträgt 500 ml, auch für die Entnahme von 2 Präparaten. Nach der Erythrozytapherese müssen mindestens acht Wochen bis zur nächsten Vollblutspende oder Erythrozytapherese vergehen; nach der Gewinnung von zwei Erythrozytenpräparaten müssen 16 Wochen bis zur nächsten Vollblutspende oder Erythrozytapherese verstreichen. Das Gesamtspendevolumen darf 1000 ml Erythrozyten bei Frauen bzw. 1500 ml Erythrozyten bei Männern pro Jahr nicht übersteigen.

Die gleichzeitige Entnahme mehrerer Produktarten, z. B. die gleichzeitige Gewinnung von einem Thrombozytenkonzentrat und einem Plasma oder von einem Erythrozytenkonzentrat und einem Plasma während einer Apherese, ist grundsätzlich möglich. Die Eignung zur Multikomponenten-Apherese ist anlässlich der ersten Spende sowie anlässlich jeder zehnten Multikomponenten-Apheresespende zu überprüfen, mindestens jedoch im Abstand von zwei Jahren. Da die Apheresesysteme eine Reihe von Kombinationsmöglichkeiten bieten, sollte darauf geachtet werden, dass die Multikomponenten-Apheresespende den Spender nicht stärker belastet als jede Einzelspendeart. Das maximale Bruttoentnahmevolumen soll 750 ml (einschließlich Antikoagulans, zuzüglich Untersuchungsproben) nicht überschreiten.

An Spender für die Granulozytapherese und für die Gewinnung allogener Blutstammzellen sind besondere Anforderungen zu stellen. Die Spende dieser Präparate ist stets eine gerichtete Spende für einen bestimmten Patienten und unterliegt besonderen Vorschriften [15] [66] .

Granulozytapheresespender müssen mit Zytokinen und/oder Kortikoiden konditioniert werden. Vor Beginn der Konditionierung soll die Leukozytenzahl nicht unter 3 × 10 9 /l und nicht über 13 × 10 9 /l liegen; durch die Konditionierung sollen die Leukozytenwerte nicht über 70 × 10 9 /l ansteigen. Beim Einsatz von Steroiden sollte eine Blutzuckerbestimmung durchgeführt werden. Die ärztliche Feststellung der Spendereignung sollte nicht länger als eine Woche vor der Apherese liegen. Während der Apherese gelangt aufgrund des Verfahrens (7 Abschn. 16.7.2) neben dem Antikoagulans auch ein Sedimentationsbeschleuniger (in der Regel Hydroxyethylstärke) in die Zirkulation des Spenders. Eine Schwangerschaft muss durch geeignete Testverfahren ausgeschlossen sein. Ein Spender darf nicht mehr als vier Granulozytapheresespenden pro Jahr leisten.

Der Spendebereich, in dem die Entnahme durchgeführt wird, soll abgesondert, ausschließlich für diesen Zweck bestimmt und möglichst ruhig sein. Neben einer geordneten Spendeentnahme ist der Schutz der Persönlichkeitssphäre des Spenders sicherzustellen. Die Blutentnahme wird durch einen Arzt oder unter Aufsicht eines Arztes von entsprechend ausgebildetem medizinischem Assistenzpersonal durchgeführt. Die notfallmedizinische Versorgung des Spenders muss gesichert sein. Werden im Rahmen der Hämapherese Geräte eingesetzt, die nach dem Prinzip des extrakorporalen Kreislaufs arbeiten, müssen diese den Vorschriften der Medizinprodukte-Betreiberverordnung (MPBetreibV) [44] bzw. des Medizinproduktgesetzes (MPG) [43] entsprechen.

Alle eingesetzten Materialien, Behältnisse und Konservierungslösungen müssen pyrogenfrei, steril und gemäß den Richtlinien amtlich zugelassen und chargengeprüft sein [18] bzw. den Bedingungen der Europäischen Arzneibuches [16] entsprechen.

Da die Blutentnahme in der Regel durch eine andere Person als durch den Untersucher erfolgt, ist eine Identifizierung des Spenders unmittelbar vor der Blutspende erforderlich. Zur Gewährleistung der Identität des Blutes und der für Laboruntersuchungen erforderlichen Blutproben sind alle für einen Spender vorbereiteten Behältnisse vor Beginn der Blutentnahme zu kennzeichnen (Name, Nummer). Unmittelbar vor der Blutentnahme und nachdem der Spender sich auf die Spendeliege gelegt hat, ist er eindeutig positiv zu identifizieren (z. B. durch Überprüfung von Name und Geburtsdatum) und die Identität der Kennzeichnung an dem Blutbehälter und den Probenröhrchen nochmals zu überprüfen.

Nach dem Anlegen einer Blutdruckmanschette am Oberarm (günstiger als eine einfache Staubinde, bei welcher der Druck nicht kontrolliert werden kann) wird der Manschettendruck auf die Höhe des diastolischen Drucks eingestellt und der Spender aufgefordert, die Hand zur Faust zu schließen. Unter den so gestauten Kubitalvenen kann die am besten geeignete ausgewählt werden (wenn möglich, zentral gelegen, da bessere Lagerung der Kanüle).

Die Reinigung der Haut im Durchmesser von ca. 5 cm um die Einstichstelle hat mit einem für die Hautdesinfektion anerkannten Desinfektionsmittel [41] zu erfolgen, das mit einem sterilen Tupfer mehrmals wischend aufgetragen werden soll. Im Anschluss an die Reinigung soll dasselbe Desinfektionsmittel erneut aufgetragen werden; nach Ablauf der vorgeschriebenen Einwirkzeit erfolgt die Punktion ohne nochmalige Palpation der Vene, am besten leicht von der Seite, was für den Fall, dass der Spender durch Öffnen und Schließen der Faust den Blutfluss unterstützen muss, die Lage der Nadel stabilisiert. Nach der Punktion wird die für Untersuchungsproben erforderliche Blutmenge zunächst in einen Nebenbeutel geleitet; mit dieser Maßnahme soll die Gefahr der bakteriellen Kontamination des Vollblutes (durch Hautkeime) reduziert werden (sog. »predonation sampling«) [13] . Danach wird die Sperre am eigentlichen Konservenschlauch gelöst; der Druck in der Manschette sollte knapp unter den diastolischen Wert eingestellt werden. Für einen ungehinderten Blutfluss wird der Blutbehälter unterhalb der Ebene der Einstichstelle platziert. Da die Füllung der Plastikbeutel durch Schwerkraft erfolgt, ist eine Verlangsamung der Fließgeschwindigkeit in der Regel nicht erforderlich. Bei Bedarf kann sie durch Veränderung des Druckes in der Druckmanschette beeinflusst werden.

Um einer Gerinnselbildung im Blutbehälter vorzubeugen, ist mehrfaches Durchmischen während der Blutentnahme unerlässlich. Hierfür sind unterschiedliche Typen von Mischgeräten auf dem Markt. Ihr gemeinsames Funktionsprinzip ist eine andauernde Kipp-oder Schaukelbewegung des Blutbehälters während der Blutentnahme. In der Regel sind diese Geräte mit einer einstellbaren Gewichtsmessung (Mischwaage) versehen, die das Erreichen der gewünschten Blutmenge im Beutel akustisch oder optisch anzeigt. Die Gesamtdauer der Vollblutspende soll 15 min nicht überschreiten, um das Risiko einer Gerinnselbildung im Schlauchsystem, das frei von Antikoagulanzien ist, zu vermeiden.

Auf die Einhaltung des vorgeschriebenen Mischverhältnisses zwischen Blut und Konservierungslösung ist zu achten; in der Regel verschließt eine elektronische Klemme an der Waage den Zufluss, wenn das Sollgewicht erreicht wurde. Wenn der Blutbehälter gefüllt ist, wird der Entnahmeschlauch mit der Sperre verschlossen, der Staudruck aufgehoben, die Kanüle aus der Vene gezogen und die Einstichstelle mit einem Tupfer bedeckt. Der Spender soll bei gestrecktem, erhobenem Arm (nicht im Ellbogen knicken, da so leichter Hämatome entstehen) den Tupfer gegen die Einstichstelle drücken, die in der Regel nach 3-5 min verschlossen ist und nun verbunden werden kann. Der obere Schlauchanteil mitsamt der Kanüle kann durch Schweißung von der Vollblutkonserve getrennt werden.

Während und mindestens 10 min nach der Blutspende darf der Blutspender nicht unbeaufsichtigt bleiben. Zur Vorbeugung von Schwindel sind plötzliche Veränderungen der Körperlage (Aufsetzen, Aufrichten) zu vermeiden. Nach Möglichkeit sollten dem Spender nach der Blutspende ein kleiner Imbiss und ausreichend Getränke gereicht werden. Der Spender muss darauf hingewiesen werden, dass er frühestens 30 min nach der Spende am öffentlichen Straßenverkehr teilnehmen kann. Für bestimmte Betätigungen (z. B. Personenbeförderung) können längere Wartezeiten erforderlich sein.

Bei etwa 2-5 % der Blutspender kommt es nach einem initialen Anstieg von Blutdruck und Herzfrequenz zu einer paradoxen, parasympathikotonen Reaktion mit Vasodilatation, Bradykardie und Hypotension (vasovagale Reaktion) [49] . Die Neigung zu diesem Reaktionstyp ist umso ausgeprägter, je jünger der Spender ist, je niedriger das Körpergewicht und je kleiner die Anzahl der zuvor geleisteten Spenden sind [78] Ein Großteil der vasovagalen Reaktionen tritt im Nachsorgebereich auf, sodass rund 10 % der Spender mit vasovagalen Reaktionen Folgeverletzungen durch Sturzereignisse davontragen, insbesondere Schürfwunden [50] . Der für den Spendebereich verantwortliche Arzt muss im Einzelfall entscheiden, ob eine weitere Diagnostik und/oder Therapie erforderlich ist. Da für Blutspender in Deutschland eine allgemeine Unfall-und Wegeversicherung besteht, sollte in Verletzungsfällen die Vorstellung beim Durchgangsarzt nicht versäumt werden.

Zur Vermeidung derartiger Zwischenfälle während und nach der Blutspende sollte der Blutspender ausgeruht und entspannt zur Blutspende erscheinen, nicht unter Zeitdruck stehen und nach der Spende genügend Flüssigkeit zu sich nehmen. Es sollte darauf geachtet werden, dass die Kleidung nicht zu beengt ist und dass der Spender nach der Spende nicht sofort aufsteht. Die Möglichkeit zur körperlichen und psychischen Entspannung sollte gegeben sein. Der Spender soll die Spendeeinrichtung erst dann verlassen, wenn er sich vollkommen beschwerdefrei fühlt.

z Seltene Zwischenfälle Hämatome sind gelegentlich zu beobachten und in aller Regel unbedenklich, können durch Schwellung und Schmerz den Blutspender aber verunsichern. Kommt es während der Spende zur Ausbildung eines größeren Hämatoms, sollte diese abgebrochen werden. Ein straffer, aber nicht zu fester Kompressionsverband sollte 1 h angelegt bleiben. Der Spender sollte den Arm für etwa 6 h nach der Punktion nicht übermäßig beanspruchen (z. B. nicht schwer heben).

Überempfindlichkeitsreaktionen auf Desinfektionslösungen oder Verbandsmaterialien sind gelegentlich beobachtet worden.

Sehr seltene Ereignisse, die im Zusammenhang mit Blutspenden berichtet wurden, sind arterielle Pseudoaneurysmen und arteriovenöse Fisteln nach Fehlpunktion einer Arterie, Verletzungen von Ästen des N. medianus und N. ulnaris, lokale Wundinfektionen und/oder Thrombophlebitiden und Kompartmentsyndrome des Arms durch Einblutungen in die Muskellogen. Über Eintreten und Dauer eines jeden Zwischenfalls ist ein Protokoll zu führen, das den Spenderakten hinzugefügt wird. Der Zwischenfall ist vom Arzt nachträglich mit dem Spender zu besprechen.

Während und nach Häm-und Plasmapheresen mit Zellseparatoren können Zwischenfälle besonderer Art auftreten. Nebenwirkungen durch Citrat, die sich insbesondere durch Parästhesien und metallischen Geschmack auf der Zunge manifestieren, sind häufiger zu beobachten und können in der Regel durch die orale Gabe von Calcium unterbunden werden. Schwere Formen jedoch, die die Unterbrechung der Apherese oder die i.v.-Gabe von Calcium erfordern, sind selten (ca. 0,5 % aller Apheresen) [42] .

Bereits im ersten Weltkrieg setzte O. H. Robertson Glasflaschen mit Citrat-Glucose-Lösung ein. Glasflaschen blieben bis in die 1970er Jahre im Gebrauch, anschließend wurden sie komplett von Kunststoffbeuteln abgelöst. Um das Risiko der Übertragung von Syphiliserregern zu reduzieren, wurde eine schnelle Abkühlung und Lagerung von Vollblut bei 1-6 °C mindestens 72 h vor Transfusion angestrebt. Die Transfusion von Vollblut wurde gängige Praxis. Unter den Vollblut-Lagerungsbedingungen kam es jedoch zu einem erheblichen Verlust an funktionstüchtigen Gerinnungsfaktoren. Daraus wiederum ergab sich die Notwendigkeit zu einer möglichst frühen Trennung von Zellen und Plasma, damit letzteres zur Bewahrung der Gerinnungsaktivität rasch eingefroren werden konnte. Die Glasflasche ermöglichte diesen ersten Schritt in Richtung Blutkomponentenseparation, da sie zentrifugiert und das Plasma vom Zellsediment getrennt werden konnte. Das so gewonnene Plasma konnte transfundiert oder als Ausgangsmaterial zur Gewinnung von Gerinnungsfaktoren, Albumin, Immunglobulinen und anderen Plasmabestandteilen verwandt werden. Die Trennung von Vollblut in ein Erythrozytenkonzentrat (mit Thrombozyten und Leukozyten) und Gefrierplasma hatte darüber hinaus auch den Vorteil der Volumenreduktion.

Da es sich bei dieser Form der Blutkomponentenherstellung aber um ein Verfahren im offenen System handelte, bestand das erhöhte Risiko bakterieller Kontamination, ganz abgesehen vom Glasbruchrisiko während der Zentrifugation. Einen wesentlichen Fortschritt hinsichtlich der Handhabung und zur Reduktion des Kontaminationsrisikos bei der Blutkomponentenherstellung stellte die in den 1950er Jahren vollzogene Einführung von Kunststoffbeuteln dar. Um die durch Zentrifugation getrennten Blutkomponenten ohne Kontaminationsgefahr voneinander trennen zu können, wurden durch Schläuche miteinander verbundene Zweifach-, später auch Dreifach-bzw. Vierfachbeutelsysteme (. Abb. 16 .1) für Gefrierplasma, Erythrozyten-und Thrombozytenkonzentrat sowie den »buffy coat« entwickelt. Mehrfachbeutelsysteme ermöglichen heute zudem die Leukozytenreduktion durch Filtration im geschlossenen System (sog. »Inline-Filtration«).

Mit Einführung der gezielten Thrombozytensubstitution Anfang der 1960er Jahre in der Behandlung von Leukämiepatienten und dem damit einhergehenden erhöhten Thrombozytenbedarf begann die Ära der Gewinnung von Thrombozyten aus der Vollblutspende und durch maschinelle Zellseparation (Hämapherese). Die Fraktionierung von Vollblut in Erythrozytenkonzentrat, Gefrierplasma und ggf. Thrombozytenkonzentrat ist heute Standard. Die Transfusion von Vollblutkonserven wird weitgehend als obsolet angesehen, da wichtige Bestandteile wie Gerinnungsfaktoren und Thrombozyten während der Vollblutlagerung bereits nach kurzer Zeit funktionell inaktiv werden.

Walter u. Murphy [81] führten 1952 den Urtyp des modernen Kunststoffbeutels ein. Er bestand aus einem kollabierbaren Beutel, der mit ACD-Lösung gefüllt war, sowie einem integrierten Schlauch aus PVC (Polyvinylchlorid) mit Punktionsnadel. Die günstigen Eigenschaften hinsichtlich Verformbarkeit und Kollabierbarkeit (von der Füllung bei der Spende zur Entleerung bei der Transfusion), Temperaturverträglichkeit (+120 °C bei der Autoklavierung, -70 °C bei der Lagerung von Gefrierplasma), Widerstandsfähigkeit (bei der Zentrifugation) und Blutkompatibilität haben dazu beigetragen, dass Blutbeutel aus PVC mit zugesetzten Weichmachern bis heute zur Anwendung kommen. Neben dem Weichmacher DEHP (Di-[2ethylhexyl]phthalat) wird auch TEHTM (Tri-[2-ethlhexyl]trimellitat) sowie in manchen europäischen Ländern (Spanien, Norwegen, Schweden) BTHC (Butyryl-n-trihexyl-citrat) verwendet.

Die eingesetzten Weichmacher gehen während der Lagerung aus der Beutelfolie in die Blutkomponente über. DEHP beispielsweise kann im Zytosol und der Membranfraktion gelagerter Erythrozyten nachgewiesen werden. Während aber ein stabilisierender Effekt von DEHP auf die Erythrozytenmembranen und geringere Hämolyseraten sicher nachgewiesen werden konnten, waren toxische oder kanzerogene Wirkungen der Weichmacher bisher nicht sicher nachzuweisen. Der Weichmacher TEHTM reichert sich in wesentlich geringerem Maße im Blutprodukt an.

Für Thrombozytenkonzentrate kommen neben modifizierten PVC-Beuteln auch solche aus Polyolefin zum Einsatz, die frei von Weichmachern sind (7 Abschn. 16.4.6). 

ACD ist eine Mischung aus Zitronensäure (Acidum citricum), Natriumcitrat und Dextrose. Um das Karamelisieren der zur Ernährung der Erythrozyten zugefügten Glucose in Lösung während der Sterilisation zu verhindern, hatten Loutit und Mollison Zitronensäure zur Ansäuerung verwendet. Mit Überraschung wurde festgestellt, dass dadurch auch die Lebensfähigkeit der Erythrozyten im Blutbeutel deutlich verlängert werden konnte. Glucose-Citrat-Lösungen wurden daraufhin allgemein in die Blutkonservierung eingeführt, und es existieren heute viele Modifikationen, die sich in ihrer Zusammensetzung nur geringfügig unterscheiden. Da bei den meisten das Verhältnis zwischen Zitronensäure und Citrat gleich ist, liegt auch der pH-Wert der meisten Lösungen um 5. Nach der Mischung mit Blut im Verhältnis 4:1 (±10 %) ergibt sich durch die Proteinpuffer des Plasmas ein pH von 7,0-7,1. Die Einhaltung der vorgeschriebenen Mischverhältnisse von Stabilisatorlösung und Blut ist von wesentlicher Bedeutung für die Erhaltung der Überlebensfähigkeit von Erythrozyten. Die Lagerungszeit der ACD-Konserve beträgt 21 Tage; unzureichende Konservenfüllung vermindert die Lebensfähigkeit der gelagerten Erythrozyten stark [10] .

Der Abfall des pH-Wertes in der Konserve über die Zeit ist eine Folge der anaeroben Glykolyse durch die Erythrozyten mit Freisetzung von Milchsäure als Stoffwechselprodukt. Durch den Zusatz von Natriumphosphat als Puffersubstanz in der CPD-Lösung kann der pH-Wert stabilisiert werden [24] . Ein nicht genau eingehaltenes Mischverhältnis zwischen Stabilisatorlösung und entnommener Blutmenge hat in CPD-Lösungen einen geringeren Einfluss auf die Lebensfähigkeit der Erythrozyten als in ACD-Lösungen [9] . Von den meisten Untersuchern wird der Prozentsatz der lebensfähigen, in CPD-Lösungen gelagerten Erythrozyten etwas höher angegeben im Vergleich zu ACD-Lösungen; es gibt aber auch gleichlautende Befunde. [29] . Daher ist die Zweistufenmethode heute das am häufigsten eingesetzte Verfahren zur Gewinnung von Erythrozytenkonzentraten.

Leukozyten in Blutkomponenten können nach der Transfusion beim Empfänger zahlreiche unerwünschte Wirkungen auslösen. Hierzu gehört die febrile, nichthämolytische Transfusionsreaktion, die Alloimmunisierung gegen HLA-Antigene, die Übertragung leukozytenständiger Krankheitserreger (z. B. HTLV-I, CMV, EBV, Yersinia enterocolitica), die Graft-vs.-Host-Krankheit und die Beeinflussung immunologischer Funktionen beim Empfänger. Eine Reduktion der transfundierten Leukozyten auf unter 5 × 10 7 Zellen verhindert die meisten der benannten unerwünschten Wirkungen, ausgenommen die Graft-vs.-Host-Krankheit, zu deren Verhinderung die Blutprodukte bestrahlt werden müssen.

Die effektive Abreicherung von Leukozyten wird durch Filter erreicht, die aus mehreren Schichten nichtgewebter, synthetischer Fasern aufgebaut sind (Übersicht bei [8] [57] . Nach 24 h ist mit vermehrtem Zerfall der Granulozyten und Freisetzung phagozytierter, nicht abgetöteter Mikroorganismen zu rechnen, die andernfalls durch Filtration entfernt würden.

Nach den Vorgaben der AABB [77] enthält eine leukozytendepletierte Einheit (Erythrozyten-oder Thrombozytenkonzentrat) weniger als 5 × 10 6 Leukozyten, nach den Empfehlungen des Europarates [14] sind es weniger als 1 × 10 6 Leukozyten; die verfügbaren Filtersysteme ermöglichen die Abreicherung auf den europäischen Grenzwert. In Deutschland dürfen nur noch Erythrozyten-und Thrombozytenkonzentrate in Verkehr gebracht werden, die weniger als 1 × 10 6 Leukozyten pro Einheit enthalten.

Nach den für Deutschland gültigen Richtlinien [66] tel zu einer höheren Thrombozytenausbeute. Zum Teil finden auch längere Lagerzeiten des »buffy coat« von 12 h bzw. über Nacht mit und ohne Bewegung Anwendung. Die Buffy-coat-Beutel werden bei niedriger g-Zahl zentrifugiert und der plättchenreiche Überstand abgepresst. Um die Leukozytenkontamination möglichst niedrig zu Halten, wird empfohlen, 1 cm oberhalb des Leuko-und Erythrozytensediments den Pressvorgang zu beenden [58] .

Die in Deutschland übliche Standardpräparation besteht im Zusammenführen (»Poolen«) von 4-6 ABO-Blutgruppen-gleichen »buffy coats« mit Plasma oder Additivlösung für Thrombozyten (. Tab. 16 .5) in einem »Poolingbeutel«. Dazu werden die »buffy coats« sorgfältig durchmischt und zusammen mit autologem Plasma aus einer der 4-6 Spenden oder einer speziellen Additivlösung für Thrombozytenkonzentrate über ein »Poolingset« steril an einen Beutel angeschweißt. Die »buffy coats« werden in den »Poolingbeutel« überführt, und mit dem Plasma oder der Additivlösung werden die entleerten Buffy-coat-Beutel ausgespült, um möglichst alle Thrombozyten zu gewinnen. Anschließend erfolgt die Zentrifugation (480 g, 13 min). Der plättchenreiche Überstand kann dann durch einen Leukozytendepletionsfilter in den Lagerbeutel überführt werden. Das Poolen und Isolieren der Thrombozyten aus den 4-6 »buffy coats« kann auch maschinell erfolgen (Orbisac ® , Fa. Caridian; TACSI ® , Fa. Terumo).

Der Vorteil dieses Verfahrens liegt in der Gewinnung eines leukozytendepletierten Pool-Thrombozytenkonzentrates mit einer Standarddosis Thrombozyten für Erwachsene bei minimaler Restleukozytenzahl (<1 × 10 6 ). Das Produkt wird bei 22±2 °C und unter ständiger Agitation gelagert [19] [20] .

Die Herstellung nach dem Plättchenreichen-Plasma-(PRP-)Verfahren erfolgt in der Regel im Dreifachbeutelsystem. Nur wenn die leukozytenhaltige Plasma-Zell-Grenzschicht des Erythrozytenkonzentrats entfernt werden soll, benötigt man ein Vierfachbeutelsystem.

Das Vollblut wird zuerst langsam zentrifugiert. Kurze Zentrifugationszeiten mit entsprechend erhöhter g-Zahl sollen die Lagerfähigkeit der Thrombozyten verbessern [74] . Das plättchenreiche Plasma wird in den Thrombozytenbeutel abgepresst und anschlie-ßend durch eine hochtourige Zentrifugation in Thrombozyten (Sediment) und plättchenarmes Plasma getrennt. Die sedimentierten Thrombozyten werden nach 1-2 h vorsichtig resuspendiert.

Nachteilig beim PRP-Verfahren ist die Thrombozytenaktivierung (Verlust der diskoiden Form, Plättchenfaktor-4-und β-Thromboglobulinfreisetzung, erhöhte Expression von GPIIb/IIIa und CD62p) [23] [82] . Dies wird auf die Pelletierung an die Beutelwand bei der zweiten, hochtourigen Zentrifugation beim PRP-Verfahren zurückgeführt. Plättchenreiches Plasma wird heute wegen der Volumenbelastung (6-8 × 10 10 

Erwägungen, dass Erreger, auf die Blutspenden (noch) nicht getestet werden, die Empfängersicherheit beeinträchtigen könnten, haben der Entwicklung von Verfahren Vorschub geleistet, deren Ziel die Inaktivierung von Infektionserregern in der Blutkomponente ist. Die Inaktivierungsmechanismen basieren entweder auf der Solubilisierung von Lipidmembranen durch Detergenzien sowie auf der direkten (z. B. UV-C-Behandlung) oder indirekten Schädigung der Erbsubstanz von Viren und Bakterien. Bei letzterer werden den Blutkomponenten Substanzen zugesetzt, die nach Aktivierung durch Licht (»Photosensitizer«) oder durch pH-Verschiebung sich mit der mikrobiellen Erbsubstanz verbinden (z. B. Vernetzung der DNA-Stränge) und/oder zur Bildung von Photoxydanzien führen, welche mit den Nukleinsäuren reagieren. Diese Reaktionen mit der Erbsubstanz hemmen deren Replikationsfähigkeit.

Für Frischplasma kommen schon lange Solvent/Detergent-(SD-) Verfahren unter Einsatz von Tri-n-butyl-phosphat und Detergenzien wie Triton X-100 zum Einsatz [35] , welche Lipidmembranen zerstören. Nach Inkubation müssen die Substanzen durch Öl und Adsorptionschromatographie wieder aus dem Plasma entfernt. Es hat sich gezeigt, dass die SD-Behandlung zu einem Abfall von FV, FVIII, Protein S, Antitrypsin und Antiplasmin führt [71] . Aufgrund des Wirkprinzips werden nur Infektionserreger mit einer Lipidhülle inaktiviert, jedoch nicht z. B. nichtumhüllte Viren, auch kann das Verfahren nicht für zellhaltige Blutkomponenten eingesetzt werden. Ebenso auf Plasma beschränkt bleibt der Einsatz des Phenothiazinfarbstoffs Methylenblau. Nach Zusatz zum Plasma (1 μmol/l) und photodynamischer Aktivierung (UV-Bestrahlung bei 590 nm) kommt es zur Interkalierung in im Plasma vorhandener Nukleinsäurestränge sowie zur Freisetzung von Sauerstoffradikalen, die zur irreversiblen Schädigung der Nucleinsäuren führen [83] . Da Methylenblau wenig in Bakterien, Protozoen und Restzellen eindringt, werden diese auch unvollständig inaktiviert. Nach Behandlung werden Methylenblau, seine Photoderivate sowie vorhandene Restzellen durch einen Filter aus dem Plasma entfernt. Es ist bekannt, dass die entstehenden Photoxydanzien auch zu einem Abfall der Fibrinogen-und FVIII-Aktivität um 20-35 % in den behandelnden Plasmen führen [84] .

Prinzipiell können auch Psoralene (Amotosalen) und Riboflavin (Vit. B 2 ) nach Zusatz und photodynamischer Aktivierung zur Pathogeninaktivierung von Frischplasma eingesetzt werden, bisher haben sie aber noch keine breitere Anwendung gefunden.

Für Thrombozytenkonzentrate ist es wichtig, dass auch intrazelluläre Erreger ohne signfikante Schädigung der Thrombozyten inaktiviert werden. Photoaktive Moleküle aus der Familie der Psoralene können als kleine planare Moleküle Zellmembranen durchdringen. Sie interkalieren mit der Erbsubstanz. Nach Bestrahlung mit UV-Licht (320-400 nm) entstehen Addukte mit den Pyrimidinbasen, die zu einer irreversiblen Vernetzung der Nukleinsäurestränge führen. Dieses »Cross-linking« behindert die Replikationsfähigkeit des Krankheitserregers bzw. der Zelle. Psoralen und Nebenprodukte werden durch Photodegradation sowie einen Absorptionsfilter aus der Blutkomponente wieder entfernt [40] .

Auch Riboflavin (Vitamin B 2 ) bindet durch Interkalation an die DNA. UV-Licht induziert die Oxidation der Nucleinsäure Guanin. Folge sind Einzelstrangbrüche und die Ausbildung kovalenter Addukte, was ebenfalls zur Unterbindung der Replikationsfähigkeit der Krankheitserreger führt [70] .

Neuere Untersuchungen beschäftigen mit der direkten Schädigung des Erbguts der Infektionserreger durch UV-C-Belichtung. Agitation der Thrombozytenkonzentrate während der UV-C-Behandlung scheint die antiinfektiöse Wirkung wesentlich zu verstärken.

Bei pathogeninaktivierten Thrombozytenkonzentraten ist die Recovery-Rate ca. 20 % niedriger und das Überleben der Thrombozyten in vivo 20-27 % kürzer als bei nichtinaktivierten Thrombozytenkonzentraten [85] .

Der Einsatz photoaktiver Substanzen in Erythrozytenkonzentraten wird durch die physikalischen Eigenschaften des Hämoglobins erschwert. Hämoglobin streut und absorbiert UV-und sichtbares Licht bis 700 nm. Membrangängige Substanzen (S-303, PEN110), die ohne Aktivierung mittels Belichtung Nukleinsäuren irreversibel schädigen, wurden erprobt. Wegen Ihrer potenziellen Mutagenität müssen diese Substanzen nach Behandlung wieder aus der Blutkomponente entfernt werden. Da es in der Vergangenheit zur Induktion von Antikörpern bei den Transfusionsempfängern kam, wurden die klinischen Studien zunächst ausgesetzt [84] . Es bleibt abzuwarten, ob durch modifizierte Verfahren die Bildung von erythrozytären Antikörpern verhindert werden kann.

Die Pathogeninaktivierungsspektren aller Verfahren sind nicht umfassend. Die behandelnden Präparate weisen spezifische Beeinträchtigungen auf. Beim Einsatz von Pathogeninaktivierungsverfahren ist (noch) mit erheblichen Mehrkosten bei der Herstellung von Blutkomponenten zu rechnen. Schließlich wird das Sicherheitsprofil (Risiko der Induktion von Autoimmunerkrankungen oder Tumoren) der zur Zeit eingesetzten photoaktiven Substanzen kontrovers beurteilt, da Langzeituntersuchungen fehlen. Ob diese Nachteile durch den vermuteten Nutzen aufgewogen werden, ist Gegenstand der Diskussion [84] .

Optimale Lagerungsbedingungen sind Voraussetzung für die Erhaltung der Funktionsfähigkeit der einzelnen Blutbestandteile. Daher wird das Vollblut in einem definierten Zeitfenster fraktioniert und die gewonnenen Blutbestandteile entsprechend gelagert: Frischplasma, um einem Verlust an Gerinnungsaktivität zu begegnen, tiefgefroren; Thrombozyten, um einen Funktionsverlust zu vermeiden, bei Raumtemperatur; und Erythrozyten bei 4 °C, damit ein reduzierter Stoffwechsel möglichst lange Lagerzeiten erlaubt und zugleich das bakterielle Wachstum gehemmt wird.

Einzelheiten der Kryokonservierung von Blut-und Knochenmarkzellen werden in 7 Kap. 10 behandelt.

Erythrozyten werden nach der Gewinnung aus Vollblut in eine additive Lösung überführt, die die Voraussetzungen für möglichst lange Lebensfähigkeit unter Lagerungsbedingungen bietet.

Bei dem CPD/SAG-M-System wird Vollblut in einen CPD-Beutel entnommen, und nach der Zentrifugation werden die vom Plasma getrennten Erythrozyten in der SAG-M-Lösung (Sodium, Adenin, Glucose, Mannitol) auf einen Hämatokritwert von etwa 60-70 % aufgeschwemmt und bei 4 °C gelagert. Nach 42 Tagen Lagerungszeit beträgt die 24-h-Überlebenszeit der Erythrozyten in vivo 73,3 %. Nach 4 Wochen Lagerungszeit ist der ATP-Gehalt der Erythrozyten nahezu normal, morphologische Veränderungen und Hämolyse sind mäßig (weniger als 0,8 % der Erythrozytenmasse am Ende der Lagerungszeit).

Mit der Konservierungslösung PAGGS-Sorbit (saure Phosphate, Adenin, Guanosin, Glucose, Sorbit) wurden günstige Hämolyse- Trotz verbesserter Konservierungs-und Lagerungsbedingungen sind Veränderungen des Erythrozytenstoffwechsels während der Lagerung nicht zu vermeiden (Lagerungsschäden). Schon in den 1950er Jahren wurde festgestellt, dass sich die O 2 -Dissoziationskurve in gelagerten Blutkonserven bereits nach einer Woche nach links verschiebt, was bedeutet, dass diese Erythrozyten im Gewebe nicht dieselbe Menge Sauerstoff freisetzen können wie frisch entnommene. Nach Transfusion normalisiert sich diese Linksverschiebung im Verlauf von 24 h. Die Linksverschiebung der Dissoziationskurve geht mit dem Verlust von 2,3-DPG einher. Auch die im CPD-Blut im Vergleich zum ACD-Blut geringer ausgeprägte Linksverschiebung der Dissoziationskurve wird auf einen höheren 2,3-DPG-Spiegel zurückgeführt.

Die klinische Bedeutung des im Konservenblut verminderten 2,3-DPG-Spiegels ist noch immer umstritten. Es wird angenommen, dass dies nur unter kritischen Bedingungen (z. B. begrenzte Myokardreserven, Koronarinsuffizienz) zum Tragen kommen kann.

Der ATP-Gehalt der Erythrozyten vermindert sich im Laufe der Lagerung zunehmend. Parallel dazu stellen sich ein Lipidverlust der Zellmembranen, Sphärozytose und ein Anstieg der Rigidität der Zellen ein [11] . Wurde so veränderten Erythrozyten Adenin und Inosin zugesetzt, so gewannen sie ihre ursprüngliche diskoide Form wieder, ihr ATP-Gehalt näherte sich dem Normalwert und die 24-h-Überlebenszeit in vivo betrug 90 %. Kommt es zu einer ATP-Verminderung, so treten die Formveränderungen vor der Abnahme der Verformbarkeit auf [22] . Die während der Lagerung in Konservierungslösungen gesteigerte Schwellung und Hämolyse der Erythrozyten wird durch Zugabe von Mannitol verhindert [6] . Veränderungen der Verformbarkeit von Erythrozyten zeigen dabei eine relativ gute Korrelation mit ihrer Überlebenszeit in vivo [86] .

Die normale Lebensfähigkeit der Erythrozyten nach der Übertragung in den Empfängerorganismus ist der wichtigste Parameter, an welchem der Erfolg der Lagerung von Blut und Blutbestandteilen gemessen werden kann. Verlässliche Angaben über die Lebensfähigkeit können nur mit In-vivo-Methoden gewonnen werden, wobei in der Regel Isotopenmethoden, z. B. unter Verwendung von 51 Chrom, durchgeführt werden. Alle in der Konserve vorhandenen, bereits lädierten oder abgestorbenen Erythrozyten werden in den ersten 24 h nach der Transfusion im Organismus abgebaut. Erythrozyten, die diese Zeitspanne überlebt haben, altern normal, soweit dies nicht durch extra-erythrozytäre Umstände (z. B. Antikörper) negativ beeinflusst wird. Als Maß für den Wert der Erythrozytenkonservierung wird der Prozentsatz der Erythrozyten angegeben, der länger als 24 h im Empfängerkreislauf überlebt. Dieses Kriterium sollen mindestens 70 % der transfundierten Zellen erfüllen.

Vor der Einführung der allgemeinen Leukozytendepletion war die Bildung von Mikroaggregaten in Erythrozytenkonzentraten Gegenstand zahlreicher Untersuchungen. Insbesondere im Rahmen der Massivtransfusion maß man ihnen klinische Bedeutung bei und verwendete Mikrofilter bei der Transfusion. Mit Einführung der Leukozytendepletion kann davon ausgegangen werden, dass sich Mikroaggregate in Erythrozytenkonzentraten nicht mehr in nennenswertem Umfang bilden können. Damit ist auch der Einsatz von Mikrofiltern heute obsolet.

Eine erhöhte Aggregationsbereitschaft der Erythrozyten (sog. Rouleau-Bildung) in Abhängigkeit von der Lagerungszeit ist in vitro nachweisbar [30] .

Während die Lagerungszeit keinen Einfluss auf die Blutgruppenmerkmale ABO und Rh hat, wurde mit fortscheitendem Alter der Konserve ein Reaktivitätsverlust der Blutgruppenmerkmale Lewis und P beschrieben [48] . Zuckerreste auf der Erythrozytenoberfläche, die im Verlauf der Lagerung exprimiert werden, können antigenen Charakter haben und beispielsweise eine positive serologische Verträglichkeitsprobe hervorrufen [37] .

Nach den Richtlinien soll Frischplasma möglichst innerhalb 6-8 h nach der Spende, spätestens jedoch nach 24 h eingefroren werden. Zwar bleiben nahezu alle Gerinnungsfaktoren über diesen Zeitraum stabil, doch Faktor VIII zeigt bereits nach 8 h Lagerung bei Raumtemperatur eine Abnahme um 13 % und nach 24 h um weitere 15-20 % [51] .

Die Lagerung des Plasmas erfolgt bei -30 bis -40 °C (±3 °C) über 1 Jahr oder die ermittelte Haltbarkeit. Die Mindestlagerzeit beträgt 4 Monate, da nach den Bestimmungen der Richtlinien Frischplasma erst dann therapeutisch eingesetzt werden darf, wenn bei einer nachfolgenden Spende oder Blutentnahme keine infektiologischen Auffälligkeiten vorlagen (Quarantäneplasma). Von dieser Bestimmung ausgenommen ist pathogeninaktiviertes Plasma, das als gepooltes Produkt einer Virusinaktivierung unterzogen wurde.

Die Vorgaben der AABB [77] sehen eine 8-h-Frist zur Tiefkühlung bei -18 °C für Plasma aus CPD-oder CPDA-1-Vollblut vor und eine 6-h-Frist für ACD-Plasma, das durch Apherese gewonnen wurde. Bei einer Lagerungstemperatur von -18 °C oder darunter wird die Lagerzeit mit 1 Jahr angegeben.

Nach dem Auftauen in zugelassenen Wärmegeräten bei maximal 37 °C oder in für diesen Zweck zugelassenen Mikrowellengeräten ist das Frischplasma zur unmittelbaren Anwendung bestimmt [66] . Die Bestimmungen der AABB [77] hingegen erlauben eine weitere Lagerung bei 1-6 °C über maximal 24 h; erst nach diesem Zeitraum ist von einer klinisch signifikanten Reduktion des Gehaltes an Faktor VIII auszugehen.

Im Hinblick auf ihre hämostatische Funktionsfähigkeit können Thrombozyten in speziellen, gasdurchlässigen Beuteln bei Raumtemperatur (20-24 °C) und unter ständiger Agitation bzw. Rotation mehrere Tage gelagert werden. Die Bemühungen, die Lagerungszeit von Thrombozytenkonzentraten auf bis zu 7 Tage zu verlängern, werden durch die Möglichkeit von bakteriellen Kontaminationen eingeschränkt, die zu schweren septischen Zwischenfällen geführt haben (7 Kap. 21, 35 [80] .

Eine 6-bis 12-stündige Unterbrechung der agitierten Lagerung zu Transportzwecken mit darauf folgender erneuter Lagerung im Rotator bis zu einer Gesamtlagerungszeit von 72 h soll zu keiner Verminderung der Recovery-Rate und der In-vivo-Überlebenszeit führen [73] .

Granulozytenkonzentrate sind zur umgehenden Transfusion bestimmt und sollten innerhalb von 6 h transfundiert werden. Die Richtlinien der AABB [77] in den USA sehen für Granulozytenkonzentrate eine maximale Lagerzeit von 24 h bei 20-24 °C ohne Bewegung vor.

Die Bestrahlung von Blutkomponenten mit ionisierenden Strahlen dient der Verhinderung des Anwachsens transfundierter Lymphozyten im Empfänger und damit der Ausbildung einer Graft-vs.-Host-Reaktion (GvHR). Bereits 10 4 transfundierte Zellen pro kg Körpergewicht des Patienten werden als ausreichend zur Auslösung einer GvHR angesehen [38] . Durch die Bestrahlung wird die DNS der Lymphozyten irreversibel geschädigt. Empfänger bestrahlter Blutpräparate sind in erster Linie stark immungeschwächte Patienten (wie Knochenmark-/Blutstammzell-Transplantierte, Patienten vor autologer Blutstammzellentnahme, Patienten mit angeborenen Immundefekten sowie Feten im Rahmen der intrauterinen Transfusionen); ebenfalls bestrahlt werden müssen Blutkomponenten, die von Angehörigen ersten Grades stammen, etwa bei Transfusion von elterlichem Blut (»one way HLA-mismatch«). Eine Übersicht über die Indikationen geben die Leitlinien der Bundesärztekammer [62] .

Granulozytenkonzentrate sind aufgrund ihres herstellungsbedingt hohen Gehaltes an Lymphozyten immer zu bestrahlen.

Die notwendige Energiedosis zur Vermeidung einer GvHR liegt nach experimentellen Untersuchungen in der Größenordnung von 30 Gy [52] [69] . Die Richtlinien empfehlen, Blutpräparate mit einer mittleren Dosis von 30 Gy zu bestrahlen, wobei die Energiedosis an keiner Stelle des Präparates 25 Gy unterschreiten darf.

Die Bestrahlung der Blutkomponenten erfolgt in eigens für diese Anwendung hergestellten Bestrahlungsgeräten [46] . Die Blutpräparate werden dabei in einen zylinderförmigen Behälter einer drehbaren Bleitrommel eingelegt. Durch Rotation der Trommel um 180° wird die Blutkomponente in die Nähe der Bestrahlungsquelle gebracht. In der Regel kommt 137 Caesium, selten 60 Cobalt als Radioisotop zur Anwendung. (Prinzipiell wäre die Anwendung von Röntgenstrahlen, wie sie z. B. in Linearbeschleunigern erzeugt werden, dem Einsatz von γ-Strahlen gleichwertig. Sie ist jedoch in der Regel technisch ungleich aufwendiger.)

Um eine möglichst homogene Dosisverteilung zu erreichen, dreht sich in den Blutbestrahlungsgeräten der Zylinder mit dem Blutpräparat in der ruhenden Trommel kontinuierlich während der gesamten Bestrahlungszeit. Nach Ablauf der Bestrahlungszeit rotiert die Bleitrommel wieder zur Ausgangsposition zurück, und das bestrahlte Präparat kann entnommen werden. Kontrollstreifen (sog. Bestrahlungsindikatoren), die sich oberhalb einer Energiedosis von 25 Thrombozytapheresekonzentrate sollten 2-4 × 10 11 Thrombozyten und höchstens 3 × 10 9 Erythrozyten in höchstens 300 ml Plasma enthalten. Der pH muss zwischen 6,5 und 7,4 liegen. In den leukozytendepletierten Präparaten sind weniger als 1 × 10 6 Restleukozyten/Einheit vorhanden.

Bei den meisten Apheresesystemen ermöglichen die Kammereigenschaften eine ausreichende Leukozytenabreicherung, sodass diese Thrombozytapheresekonzentrate herstellungsbedingt leukozytenarm sind. Bei Verwendung anderer Systeme muss das Präparat nach der Gewinnung noch gefiltert werden. Um während der Zentrifugation eine ausreichende Trennung von Granulozyten und Erythrozyten zu erreichen, hat sich der Einsatz von hochmolekularer Hydroxyethylstärke (HES) als Sedimentationsbeschleuniger bewährt. Da Unverträglichkeitsreaktionen auf HES beschrieben sind, wird eine sog. biologische Vorprobe durch intravenöse Injektion von 1 ml 6 %iger HES mit anschließender 5-minütiger Beobachtungszeit empfohlen [66] . Während der Apherese werden dem Spenderblut dann 200 bis maximal 750 ml 6 %ige HES zugesetzt.

Granulozytenkonzentrate sollten mehr als 1 × 10 10 Granulozyten/m 2 Körperoberfläche des Empfängers in maximal 500 ml Konzentratvolumen enthalten. Der Hämatokritwert des Präparates sollte 30 % nicht übersteigen. Granulozytenkonzentrate sind aufgrund des hohen Lymphozytenanteils vor der Transfusion mit 30 Gy zu bestrahlen.

Die Plasmagewinnung kann durch die beschriebenen Zellseparatoren erfolgen oder durch Geräte, die Plasma mittels mechanischer Filtration gewinnen. Um extrem zellarmes Plasma zu erhalten, werden Zentrifugation und Filtration auch kombiniert angewendet. Bei der maschinellen Plasmapherese dürfen nicht mehr als 850 ml Plasma (mit Antikoagulans gerechnet) je Spende gewonnen werden.

Das durch maschinelle Plasmapherese gewonnene Plasma muss die gleichen Qualitätskriterien erfüllen wie das durch konventionelle Vollblutspende gewonnene.

Viele unreife Neugeborene, v. a. solche mit einem Körpergewicht von weniger als 1 kg, müssen in den ersten Lebenswochen regelmäßig transfundiert werden. Lange Zeit wurde frischen Erythrozytenkonzentraten mit einer Lagerzeit <7 Tage der Vorzug gegeben, da mit zunehmender Lagerzeit die Konzentration an freiem Kalium in der Additivlösung ansteigt und der Gehalt der Erythrozyten an 2,3-DPG abnimmt. Ein 42 Tage altes Erythrozytenkonzentrat enthält etwa 50 mmol freies Kalium/l extrazelluläre Flüssigkeit; bei der üblichen Transfusionsmenge von 15±5 ml/kgKG ist die Kaliumzufuhr mit 0,1-0,15 mmol/kgKG im Vergleich zum Tagesbedarf (ca. 2-3 mmol/kgKG) jedoch gering. Die Verminderung an 2,3-DPG führt zu einem Abfall des zur 50 %igen Sättigung erforderlichen Sauerstoffpartialdruckes (p 50 ) von 27 mmHg (Frischblut) auf 18 mmHg. Dieser Wert entspricht aber den physiologischen Verhältnissen, wie sie Erythrozyten von Frühgeborenen zeigen, allerdings mit dem Unterschied, dass der 2,3-DPG-Spiegel in den Spendererythrozyten nach der Transfusion rasch ansteigt und nach wenigen Stunden wieder Normalwerte erreicht hat.

Mehrere Studien haben mittlerweile gezeigt, dass der Transfusionserfolg und die Rate unerwünschter Wirkungen nicht vom Alter des Erythrozytenkonzentrates abhängig sind (Übersicht bei [76] ). Auch die Art der verwendeten Additivlösung und ihr Gehalt an Glucose, Phosphat und Mannitol sind ohne klinische Bedeutung, sodass es unnötig ist, sie vor der Transfusion kleiner Volumina zu entfernen. Von Austauschtransfusionen abgesehen, ist es unklar, ob bei größeren Transfusionsvolumina die Additivlösung entfernt werden soll.

Für intrauterine Transfusionen muss die Additivlösung weitgehend entfernt werden, damit der empfohlene Hämatokritwert von 75-85 % eingestellt werden kann (Hämatokrit von Erythrozytenkonzentraten in Additivlösung ca. 50-70 %); für Austauschtransfusionen wird ein Hämatokrit von 40-50 % empfohlen, der nach Entfernen der Additivlösung durch Zusatz von Plasma eingestellt werden kann [77] .

Die für die Transfusion Früh-und Neugeborener benötigten kleinen Mengen werden in der Regel durch Verwendung von Beutelsystemen mit kleinen Satellitenbeuteln (»Babybeutel«) bereitgestellt, aus denen Spritzen zur Transfusion gefüllt werden können. Viele Neonatologen befürworten eine möglichst geringe Spenderexposition, die dadurch erreicht werden kann, dass die Satellitenbeutel aus einem Konzentrat einem Empfänger zugeordnet werden und über die Lagerzeit für diesen reserviert bleiben.

Bei intrauterinen Transfusionen und Austauschtransfusionen bei Neugeborenen ist zu beachten, dass die Präparate bestrahlt werden müssen [66] .

Während rund 80 % der Frühgeborenen mit Erythrozytenkonzentraten versorgt werden müssen, sind nur 15-20 % auf die Transfusion weiterer Blutkomponenten angewiesen.

Für Thrombozytensubstitutionen (mittlere Dosis: 5-10 ml/ kgKG) kann es nötig werden, das Plasmavolumen eines Thrombozytenkonzentrates auf 10-20 ml zu reduzieren. In volumenreduzierten Thrombozytenkonzentraten, die in Spritzen umgefüllt wurden, fällt der pH rasch ab. Dieser Schritt sollte daher frühestens 4 h vor Transfusion durchgeführt werden [59] . Da die Transfusion inkompatiblen Plasmas bei Kleinkindern größere Gefahren birgt als im höheren Lebensalter, soll ABO-ident transfundiert werden. Müssen Thrombozytenkonzentrate zur Anwendung kommen, die inkompatibles Plasma enthalten, sollen das Plasma entfernt und die Thrombozyten in Kochsalzlösung, Albumin oder kompatiblem Plasma resuspendiert werden [77] .

Die übliche Dosis für gefrorenes Frischplasma ist 10-15 ml/ kgKG. Frischplasmen stehen in der Regel nicht in kleinen Abpackungen zur Verfügung und sind nach dem Auftauen zur unmittelbaren Anwendung bestimmt [66] . Mit einem klinisch signifikanten Verlust an Gerinnungsaktivität (insbesondere Faktor VIII) ist nach 24 h zu rechnen [77] .

Zur Überführung von Blutkomponenten aus Beutelsystemen in zusätzliche, nicht bereits angeschlossene Beutel muss das Eröffnen des kontaminationssicheren »geschlossenen« Systems vermieden werden. Dies kann erreicht werden, indem mit Schweißgeräten (»sterile connecting devices«, STCD) sterile Verbindungen zwischen 2 Schläuchen konventioneller Beutelsysteme hergestellt werden. Dazu werden die Schläuche in Schlauchhalterungen eingelegt, mittels einer auf 320 °C erhitzten Kupferklinge durchtrennt, entlang der Klinge zur gewünschten Verbindung verschoben und während der Klingenentfernung unter Zusammenführung der Schnittenden miteinander steril verschweißt. Während des Schweißvorganges wird evtl. vorhandene Flüssigkeit durch Zusammendrücken des Schlauches von der Schweißnaht getrennt. Die Flüssigkeit in den Schläuchen kann auch durch eine entsprechende Schlauchführung (»Bend-tube-Methode«) von der Schweißstelle ferngehalten werden. Integrierte Temperatursensoren überwachen kontinuierlich die Klingentemperatur. Die Kupferklinge ist nur einmal verwendbar. Die zu verbindenden Schläuche sollten den gleichen Innendurchmesser (in der Regel 2,9-3,1 mm) haben und aus demselben Material bestehen. Verbindungen zwischen zwei trockenen Schläuchen weisen 75 % der Ziehfestigkeit der Ausgangsschläuche auf [36] .

Der Transport von Blutkomponenten vom Hersteller zum Depot des Anwenders erfolgt unter der Verantwortung des Herstellers [66] . Von besonderer Bedeutung ist die Einhaltung der vorgesehenen Transporttemperaturen, die während des Transportes durch geeignete Maßnahmen (z. B. Temperaturschreiber oder Min/Max-Thermometer) zu überwachen sind. Dabei gilt, dass Erythrozytenkonzentrate ohne Unterbrechnung der Kühlkette bei 1-10 °C transportiert werden sollen. Für Thrombozytenkonzentrate gilt Raumtemperatur als geeignete Lagertemperatur, wobei 20 °C nicht unterschritten werden dürfen. Gefrierplasma ist tiefgefroren zu transportieren. Andere schädigende Einflüsse (massive Erschütterung u. Ä.) sind zu vermeiden.

Werden Blutkomponenten von einem Blutdepot zu einem anderen weitergegeben, so geht die Verantwortung für deren Qualität und Unbedenklichkeit sowie die Transportverantwortung vom Hersteller auf den Leiter der weitergebenden Einrichtung über.

Innerhalb der Einrichtung des Anwenders sollen Blutkomponenten nur zur unmittelbaren Anwendung am Patienten aus dem Blutdepot abgerufen werden. Der Transport soll durch einen eingewiesenen Botendienst (und nicht durch Besucher, Patienten oder deren Angehörige) und unter geregelten Bedingungen erfolgen. Dabei sollten v. a. die Art der Transportbehältnisse und die Transportzeiten geregelt werden.

In großen Krankenhäusern kann es erforderlich werden, Satellitendepots, insbesondere für Erythrozytenkonzentrate, einzurichten. Für die Lagerung in solchen Depots gelten dieselben Vorschriften wie für die Lagerung im Blutdepot selbst; Satellitendepots sind sorgfältig zu überwachen. Eine Rücknahme von Erythrozytenkonzentraten aus solchen Depots ist nur unter definierten Bedingungen möglich, wobei neben der sicheren Dokumentation der Lagertemperatur zumindest die Haltbarkeit, die Unversehrtheit des Beutels und die Hämolyse geprüft werden sollten. 

Influence of 30 Gy gamma irradition on the quality of red blood cell concentrates in several storage media

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Effects of white cell reduction on the resistance of blood components to bacterial multiplication

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The selection of plastic materials for blood bags

Reduction of bacterial load by predonation sampling

Guide to the preparation, use and quality assurance of blood components, 14 edn

Durchführung präparativer Hämapheresen zur Gewinnung von Blutbestandteilkonzentraten -Empfehlungen zur präparativen Hämapherese der Deutschen Gesellschaft für Transfusionsmedizin und Immunhämatologie (DGTI)

Eur. 2008) mit Nachtrag, amtliche deutsche Ausgabe

In vivo and in vitro comparison of platelets stored in either synthetic media or plasma

Platelet concentrates in an additive solution prepared from pooled buffy coats. 1. In vitro studies

Platelet concentrates in an additive solution prepared from pooled buffy coats. In vivo studies

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Platelet activation during preparation of platelet concentrates:a comparison of the platelet-rich plasma and the buffy coat methods

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BDH auf der Basis der Standardmethoden der DGHM zur Prüfung chemischer Desinfektionsverfahren geprüften und als wirksam befundenen Verfahren für die prophylaktische Desinfektion und die hygienische Händewaschung

National audit of citrate toxicity in plateletpheresis donors

Bundesgesetzblatt Teil I

Bundesgesetzblatt Teil I:1762 (1998), in der jeweils gültigen Fassung

The introduction of citrate as an anticoagulant for transfusion and of glucose as a red cell preservative

Principles of blood irradiation, dose validation, and quality control

Viability and in vitro properties of AS-1 red cells after gamma irradiation

Preservation of red cell antigens during storage of blood with different anticoagulant

Donor reactions and injuries from whole blood donation

A study of 178 consecutive vasovagal syncopal reactions from the perspective of safety

Kapitel 16 • Gewinnung, Herstellung und Lagerung von Blut und Blutkomponenten 243

Effect of 24-hour whole-blood storage on plasma clotting factors

Effect of gamma-irradiation of red blood cell units on T-cell inactivation as assessed by limiting dilution analysis: Implications for preventing transfusion-associated graft vs.-host disease

Quality assurance and quality control in component preparation

Platelet concentrates stored in plasma for 72 Hours at 22 °C prepared from buffy coats in citrate-phosphate-dextrose blood collected in a quadruple-bag saline-adenine-Glukose-mannitol system

Storage of whole blood for up to 24 h at ambient temperature prior to component preparation

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Prevention of Yersinia enterocolitica growth in red-blood-cell concentrates

Prestorage leukocyte depletion of blood products in a closed system

In vitro characteristics of white cell-reduced single-unit platelet concentrates stored in syringes

Durchführung apparativer Plasmapheresen zur Gewinnung von Spenderplasma. Empfehlungen der ständigen Hämapheresekommission der Deutschen Gesellschaft für Transfusionsmedizin und Immunhämatologie e

Prevention of microaggregate formation by removal of buffy-coats

Bundesärztekammer auf Empfehlung ihres wissenschaftlichen Beirats

High potassium levels in stored irradiated blood

Viability of platelets following storage in the irradiated stage

Richtlinien für die Herstellung von Plasma für besondere Zwecke (Hyperimmunplasma

Zweite Richtlinienanpassung 2010

The new generation of platelet additive solution for storage at 22 °C:development and current experience

The effects of irradiation on platelet function

Prevention of transfusion-associated graft-vs.-host disease:selection of an adequate dose of gamma radiation

Photochemical inactivation of selected viruses and bacteria in platelet concentrates using riboflavin and light

Are quality differences responsible for different adverse reactions reported for SD-plasma from USA and Europe

Red cell preservation: further studies with adenine

Lack of adverse effect of transportation on room temperature stored platelet concentrates

Effect of centrifugation on the storage properties of platelets

Proteomic characterization of freeze-dried Human plasma:providing treatment of bleeding disorders without the need for a cold chain

Data-driven blood banking practices for neonatal RBC transfusions

American Association of Blood Banks

A case-controlled multicenter study of vasovagal reactions in blood donors: influence of sex, age, donation status, weight, blood pressure and pulse

Six filters for the removal of white cells from red cell concentrates, evaluated at 4 °C and/or at room temperature

WBC-reduced platelet concentrates from pooled buffy coats in additive solution:an evaluation of in vitro and in vivo measures

A closed gravity technique for the preservation of whole blood in ACD solution utilizing plastic equipment

Prevention of acquired defects in platelet function during blood processing

Virus inactivation in blood components by photoactive phenothiazine dyes

Methylene blue-treated fresh-frozen plasma: what is its contribution to blood safety

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The membrane and the lesion of storage in preserved red cells